分子影像学技术的快速发展为肿瘤的早期诊断和治疗监测提供了强有力的工具，其中光学成像和磁共振成像（MRI）因其各自独特优势而受到广泛关注^[1]. 光学成像，特别是近红外荧光成像，具有灵敏度高、实时性好、成本低廉等优点. 半花菁类荧光染料因其优异的光学性质，包括较大的斯托克斯位移、较高的摩尔消光系数和良好的光稳定性，已成为光学成像探针的理想选择，但其组织穿透深度有限且空间分辨率较低^[2-4]. 相比之下，MRI具有无与伦比的软组织对比度和穿透深度不受限制，但灵敏度相对较低^[5]. 其中，¹⁹F MRI因其独特的“热点成像”显示出巨大潜力. 生物体内天然存在的氟含量极低，使得¹⁹F MRI信号几乎无背景干扰，可实现定量检测^[6,7]. 然而，传统的¹⁹F MRI探针大多为“始终开启”型，其信号强度虽可反映探针的富集量，但往往缺乏特异性响应能力，难以实现疾病生物标志物的实时监测，且易受探针非特异性分布的影响，导致信噪比和特异性降低^[8]. 为实现对生物标志物的高特异性、高信噪比成像，发展“激活”型¹⁹F MRI探针至关重要^[9-12]. 其中，基于化学位移变化的成像策略展现出独特优势：与依赖信号强度（浓度）变化的传统方法相比，化学位移是原子核在特定环境下的固有物理属性，对分子结构的微小变化极为敏感^[13-15]. 因此，设计一种探针使其¹⁹F核在遇到特定生物标志物时发生显著的化学位移变化，即可实现两个关键突破：（1）可将成像模式从单一的“信号有无”或“强度变化”升级为“频率编码”的多色成像，通过伪彩直接区分“未响应”与“已响应”的探针，直观反映生物过程；（2）化学位移的变化具有内在特异性，可有效排除浓度、探针分布不均等非特异性因素的干扰，实现对目标生物事件的精准、比率式监测. 如何将半花菁的光学特性与¹⁹F频率编码的多色成像有机结合，构建智能响应型双模态探针仍是一个重大挑战.

肿瘤微环境具有许多特征性生物标志物，其中硝基还原酶（NTR）在缺氧肿瘤组织中特异性高表达，已成为肿瘤诊断和治疗的重要靶点. NTR能够特异性还原硝基芳烃类化合物，这一特性已被广泛应用于设计激活型分子探针^[16-20]. 然而，现有的NTR响应探针多局限于单一光学成像模式，无法提供足够的空间信息用于精准定位，而基于氨基甲酸酯平台的分子设计为探针的智能响应提供了新思路^[21-23]. 该平台在酶作用下发生连锁反应，可同时释放活性分子并产生信号变化. 本研究在课题组前期工作基础上^[24,25]，创新性地将氨基甲酸酯平台与半花菁-¹⁹F系统相结合，旨在解决以下关键问题：（1）如何实现NTR触发的高特异性双信号响应；（2）如何确保探针在复杂生物环境中的靶向性和稳定性.

基于上述目的，本研究设计并合成一种新型的环状精氨酸-甘氨酸-天冬氨酸肽（cRGD）修饰的半花菁- ¹⁹F双模态探针，通过合理的分子结构设计实现NTR特异性响应，系统研究探针的光学性质和¹⁹F核磁共振（NMR）波谱特性，阐明其响应机制和信号变化规律. 最后在活体中评估了探针的靶向性和双模态成像能力，为肿瘤的早期精准诊断提供新的分子工具. 这项工作不仅推动了多模态分子影像学的发展，也为智能响应型探针的设计提供了新的思路和方法.

本研究所使用的实验试剂如表1所示. 其他常规试剂和溶剂如硫酸铜、无水硫酸钠、氯化钠、氯化铵、抗坏血酸钠（VcNa）、乙酸钠、碳酸钾、碘化钾、甲醇（MeOH）、二氯甲烷（DCM）、乙腈、N,N-二甲基甲酰胺（DMF）、二甲基亚砜（DMSO）等均购自中国医药集团有限公司. 高效液相色谱（HPLC）、制备型反相高效液相色谱（RP-HPLC）和高分辨质谱（HRMS）所用溶剂均为色谱纯，实验用水为超纯水. 人非小细胞肺癌细胞（A549）获自中国科学院细胞库（Cell Bank of Chinese Academy of Sciences）（中国上海）. 雌性BALB/c裸鼠购自武汉贝斯特生物技术有限公司.

本研究所使用的实验仪器如表2所示.

目标探针分子Cy-F-cRGD合成路线如图1所示：化合物1~4的合成方法参考之前文献^[24]. 取1 430 mg化合物4，648 mg对硝基苄溴，414 mg K₂CO₃，664 mg KI于圆底烧瓶中，加入20 mL丙酮，室温搅拌，锡箔纸包裹避光反应3天. 随后旋蒸除去溶剂，再加入10 mL DCM和5 mL盐酸反应4 h. 待反应结束后用饱和NaCl萃取，保留有机相. 用柱层析法在5% MeOH/DCM洗脱溶剂下收集流出物，冻干后得到半花菁衍生物Cy-NO₂（化合物5）. 取200 mg化合物5，1 030 mg 2,6-二氟异氰酸苯酯，80 mg三乙胺于圆底烧瓶中，加入10 mL DCM，室温搅拌2 h. 待反应结束后旋蒸，用柱层析法在4% MeOH/DCM洗脱溶剂下收集流出物，冻干后得到邻位双氟中间体Cy-NO₂-F（化合物6）. 类似的，化合物5分别与3,5-二氟苯基异氰酸酯、4-氟苯基异氰酸酯、2,6-双(三氟甲基)苯基异氰酸酯反应生成间位双氟、对位单氟、邻位六氟对照分子（附件材料图S1(a)~(d)）. 取151 mg化合物6用1 mL DMF溶解、搅拌，取120 mg cRGD、25 mg硫酸铜、80 mg VcNa用1 mL纯水溶解，缓慢滴加至上述溶液，室温避光反应2天. 待反应结束后旋蒸除去溶剂，经制备型RP-HPLC纯化（纯度>95%）冻干后得到最终产物Cy-F-cRGD，4 ℃避光保存待用. 类似的，化合物6与PEG-N₃通过click反应得到Cy-F-PEG的对照分子（附件材料图S1(e)），用于验证Cy-F-cRGD的主动靶向效果. 中间产物（化合物4~6）、Cy-F-PEG对照分子和最终产物（Cy-F-cRGD）的结构通过NMR和HRMS确认（附件材料图S2-S16）.

邻位双氟、间位双氟、对位单氟和邻位六氟这4种含氟中间体分别通过RP-HPLC纯化、冻干后制备得到，理论上这4种中间体与NTR作用后会分别得到2,6-二氟苯胺、3,5-二氟苯胺、4-氟苯胺、2,6-双三氟甲基苯胺4种对应的含氟小分子. 我们分别取适量上述8种化合物用DMSO溶解成10 mmol/L母液，然后加入纯水逐级稀释至0.5 mmol/L（按物质的量算，下同，DMSO含量为5%）和0.1 mmol/L（DMSO含量为2%），在稀释的过程中使用漩涡震荡保证充分溶解. 分别取0.1 mmol/L的邻位双氟和2,6-二氟苯胺各 200 μL于5 mm NMR样品管中，加入100 μL重水（D₂O）. 间位双氟与3,5-二氟苯胺、对位单氟与4-氟苯胺、邻位六氟与2,6-双三氟甲基苯胺按照相同的方法装入NMR样品管中，在Bruker 500 MHz核磁共振谱仪上等待测试. 样品温度设置为25 ℃，采样次数设置为100，采用对¹H去耦的zgflqn序列采集数据. 另外，0.1 mmol/L的邻位双氟、间位双氟、对位单氟和邻位六氟与NTR（1 U/mL）和NADH（1 mmol/L）在37 ℃水浴中孵育1 h后取部分反应液于Bruker 500 MHz谱仪上采用对¹H去耦的zgflqn序列采集数据. ¹⁹F溶液实验中，将0.5 mmol/L的上述8种样品各取2 mL于10 mm NMR样品管中，按顺序捆绑好后置于30 mm ¹⁹F体线圈，在Bruker 400 MHz宽腔谱仪中使用快速采集与弛豫增强（RARE）序列采样，采样参数设置为：回波时间=8 ms，重复时间=1 000 ms，加速因子=8，采样次数=128，分辨率=32×32，视野=4.0×4.0 cm². 类似的，2 mL 0.5 mmol/L终产物目标探针（Cy-F-cRGD）与NTR（5 U/mL）和NADH（5 mmol/L）在不同时间下的¹⁹F MRI则使用10 mm ¹⁹F体线圈，采样参数设置为：回波时间=8 ms，重复时间=1 000 ms，加速因子=8，采样次数=128，分辨率=32×32，视野=2.0×2.0 cm².

Cy-F-cRGD冻干粉末用磷酸盐缓冲液（PBS，pH 7.4）制备成5 mmol/L母液，然后稀释成5 μmol/L待测液与NTR（0.05 U/mL）和NADH（50 μmol/L）共孵育，在37 ℃条件下，按指定时间间隔（0~60 min，每隔5  min）取1 mL反应液，使用Evolution-220 UV-Vis紫外-可见分光光度计测量500~900 nm范围内的吸收光谱. 在F-4700荧光分光光度计上获得荧光发射光谱，激发波长为685 nm，扫描范围设置为700~900 nm. 将Cy-F-cRGD母液稀释成100 μmol/L后与NTR（1 U/mL）和NADH（1 mmol/L）在相同条件下孵育，并在37 ℃水浴锅中孵育一定的时间（每隔15 min取一次样）. 反应液加入DMSO终止反应后取400 μL溶液并加入100 μL D₂O混匀后装入5 mm NMR样品管中，在Bruker 500 MHz核磁共振谱仪上设置样品温度为25 ℃，采样次数设置为100，采用对¹H去耦的zgflqn序列采集数据.

将5 μmol/L的Cy-F-cRGD溶于PBS缓冲液中，并分别加入以下生物分子进行孵育：人血清白蛋白（HSA，10 mg/L）、半胱氨酸（Cys，30 mg/L）、谷胱甘肽（GSH，30 mg/L）、胰蛋白酶（1 U/mL）、溶菌酶（1 U/mL）、β-半乳糖苷酶（1 U/mL）和NTR（0.05 U/mL），以及NTR抑制剂双香豆素（1 mg/mL）预处理的NTR（0.05 U/mL）. 所有样品置于37 ℃恒温孵育60 min，随后利用荧光光谱仪在激发波长685 nm条件下，记录发射波长700~900 nm范围内的荧光发射光谱.

类似地，将100 μmol/L的Cy-F-cRGD溶于PBS缓冲液中，并分别加入以下生物分子进行孵育：HSA（100 mg/L）、Cys（300 mg/L）、GSH（300 mg/L）、胰蛋白酶（10 U/mL）、溶菌酶（10 U/mL）、β-半乳糖苷酶（10 U/mL）和过量的NTR（1 U/mL）以保证Cy-F-cRGD被完全反应，以及经NTR抑制剂双香豆素（20 mg/mL）预处理的NTR（1 U/mL）. 将该混合物在37 ℃的水浴中孵育90 min后在Bruker 500 MHz核磁共振谱仪上进行记录¹⁹F NMR谱图.

当非小细胞肺癌细胞（A549）铺满培养瓶90%后用胰酶将细胞小心消化、离心、去掉上清后收集，重新用培养基分散后用细胞计数器计数约为1 × 10⁶个/mL. 用注射器在10只6周龄BALB/c裸鼠的右后腿注射200 μL细胞悬液，3~4周后肿瘤大小约200 mm³时可进行下一步实验. 选择6只肿瘤大小相近的裸鼠，实验组Cy-F-cRGD（100 μmol/L，100 μL）和对照组Cy-F-PEG（100 μmol/L，100 μL）各3只经尾静脉注射入A549皮下瘤肿瘤模型小鼠体内. 分别在注射后的2、4、6、8、12 和24 h获取全身荧光图像. 全身荧光成像在IVIS Lumina XRMS Series III成像系统上于指定时间点进行，激发波长为710 nm，发射波长为760 nm. 肿瘤部位的荧光信号强度通过Living Image软件对进行定量分析.

为优化探针的¹⁹F NMR响应特性，本研究系统考察了不同取代位点与类型的含氟基团对NTR响应前后化学位移变化（Δδ_F）的影响. 我们设计并合成了4种不同结构的含氟中间体分子（邻位双氟、间位双氟、对位单氟、邻位六氟），旨在探究分子结构与NMR信号变化之间的构效关系. 这4种中间体分子均使用相同的半花菁骨架单元，仅通过在异氰酸酯连接上不同的含氟单元. 在NTR作用前，各中间体分子的¹⁹F{¹H} NMR信号均表现为尖锐的单峰. 加入NTR及NADH启动酶反应后，通过监测¹⁹F{¹H} NMR谱图变化，我们观察到所有中间体分子均发生了不同程度的化学位移，但其Δδ_F值存在显著差异. 具体实验结果如表3所示：邻位双氟中间体分子（图2(a)）的δ_F从-121.40位移至-132.27，Δδ_F高达10.87. 相比之下，间位双氟中间体分子（图2(b)）的Δδ_F仅为1.25（从δ_F -110.75至-112.00），而对位单氟中间体分子（图2(c)）的Δδ_F高达13.56 ppm（从δ_F -112.93至-126.49），响应最为显著. 值得注意的是，邻位六氟中间体分子 （图2(d)）的化学位移变化微乎其微，Δδ_F仅为0.12（从δ_F -61.01至-61.13），表明该结构对酶触发的分子环境变化极不敏感.

上述结果表明，含氟基团的种类和取代位置对探针的NMR响应性能具有决定性影响. 邻位双氟和对位单氟结构产生较大Δδ_F的原因可能在于酶促反应断裂氨基甲酸酯键后，邻位或者对位氟原子与新生成的氨基之间的空间位阻和电子效应发生剧烈改变，极大地影响了其NMR屏蔽常数. 对于-CF₃基团，由于其三个氟原子的对称性及较强的C-F键能，其化学环境在反应前后保持高度稳定，因此化学位移变化极小. 基于此筛选结果，我们选择化学位移变化较为显著且氟含量更高的邻位双氟结构中间体（化合物6）作为研究对象进行进一步的靶向衍生得到最终的目标探针（即Cy-F-cRGD）. 该目标探针巨大的化学位移窗口确保了其在复杂生物环境中进行¹⁹F MR成像时具有高信噪比和特异性，为后续的体外及体内研究奠定了坚实基础.

首先，为验证Cy-F-cRGD对NTR特异性响应，我们将其与多种常见的生物分子和蛋白（HSA、Cys、GSH、胰蛋白酶、溶菌酶、β-半乳糖苷酶）作为对照组分别共孵育，并通过荧光光谱和¹⁹F{¹H} NMR进行表征. 实验结果显示，相比于对照组，Cy-F-cRGD和实验组的NTR孵育60 min后其荧光信号明显增强，对照组基本保持不变（附件材料图S17(a)）. 在NTR中加入等当量的双香豆素，最后溶液的荧光信号和对照组基本保持一致，未见任何增加. 与此同时，只有在与NTR组作用后出现新的¹⁹F{¹H} NMR信号峰（附件材料图S17(b)）. 以上两个实验说明了Cy-F-cRGD被NTR反应后使得溶液整体的荧光信号增强和¹⁹F{¹H} NMR化学位移发生变化.

进一步，我们系统研究了目标探针Cy-F-cRGD在NTR作用下的实时响应过程. 如图3(a)所示，紫外-可见吸收光谱随时间变化呈现出显著特征：最大吸收波长从605 nm红移至685 nm，红移幅度高达80 nm. 这一现象与探针分子结构的根本性转变直接相关. 在NTR催化下，探针末端的硝基被还原为氨基，进而触发自发的分子内电子重排，导致连接氨基甲酸酯键断裂，并释放出2,6-二氟苯胺. 这一关键步骤恢复了被阻断的半花菁母核的完整π-共轭体系，极大地降低了分子的能隙，从而引起吸收光谱的显著红移. 与吸收光谱的变化相呼应，荧光光谱（图3(b)）显示在710 nm处的荧光发射强度增强了约90倍，产生了显著的“Turn-On”荧光信号. 这种巨大的荧光增强效应可归因于两个协同作用的机制：首先，如上所述，完整共轭体系的恢复使得分子本身成为一个强荧光团；其次，分子内电荷转移（ICT）效应的改变是关键. 在反应前，作为强吸电子基的硝基抑制了ICT过程；反应后，硝基被还原为给电子能力更强的氨基，极大地优化了ICT效率，共同导致了荧光的急剧增强. 这种高信噪比的荧光开启响应，确保了探针的高灵敏度检测能力. 在加入NTR抑制剂的条件下，探针荧光强度随时间几乎保持不变，说明荧光信号的增强确实来源于NTR催化作用，而不是非特异性反应或底物自发变化（附件材料图S18）.

此外，我们还通过¹⁹F{¹H} NMR谱图监测了反应的过程（图3(c)）. 结果清晰地显示底物Cy-F-cRGD在-121.40 ppm处的单一¹⁹F信号随时间逐渐减弱，同时在-132.27 ppm处出现一个新的信号峰并逐渐增强，该信号归属于反应产物2,6-二氟苯胺. 同时，新生成的2,6-二氟苯胺的信号随NTR浓度升高而逐渐增加（附件材料图S19）. ¹⁹F{¹H} NMR信号此消彼长的变化和浓度依赖性直接证实了Cy-F-cRGD被NTR特异性催化水解，并定量生成含氟小分子产物. 整个反应在90 min内完成，表明该探针具有高效的响应速率.

基于上述不同含氟中间体分子和目标探针Cy-F-cRGD化学位移变化的显著差异，我们进一步探索了利用¹⁹F化学位移特性实现多色MRI成像的可行性. 对于不同取代位置的含氟中间体分子反应前后的¹⁹F{¹H} NMR如图4(a)所示，在Bruker 400 MHz宽腔核磁共振谱仪中对溶液体系进行成像，当采样频率中心设置为-120.40 ppm（δ₁），采样带宽按照常规的快速采集与弛豫增强（RARE）序列设置为5 400 Hz时，所有谱峰均可被激发，无法分辨相应的¹⁹F信号（图4(b)）. 当减小采样带宽至1 000 Hz时，根据各中间体分子在酶反应前后特定的化学位移值（δ₁~δ₆）设置了相应的伪彩色编码：邻位双氟结构反应前信号（δ₁）编码为红色，反应后信号（δ₂）编码为蓝色；间位双氟结构反应前（δ₃）与反应后（δ₄）信号分别编码为青色与黄色；对位单氟结构反应前（δ₅）与反应后（δ₆）信号分别编码为绿色与品红色（图4(c)）. 邻位六氟结构因其化学位移变化太小未予以考虑. 采样带宽缩短后部分峰可实现分离，但谱中δ₃、δ₄、δ₅三者化学位移非常接近，即使对采样带宽或采集参数进行调整，依然存在明显的信号串扰，因而不利于基于频率通道的可靠编码（图4(c)）. 相比之下，邻位双氟中间体分子在反应前后的¹⁹F溶液像上可完全区分开，极大地降低了频率编码时的串扰风险. 虽然对位的化学位移变化更大，但邻位的对称结构提供了更多的¹⁹F信号和避免了信号串扰风险，在后续的实验中我们选择邻位双氟中间体分子作为研究对象进行进一步衍生得到目标探针Cy-F-cRGD. 当Cy-F-cRGD与NTR在溶液中孵育时，用红色表示未反应的底物¹⁹F信号，蓝色表示反应后的产物¹⁹F信号时，可以在溶液中观测到完整的酶响应过程. 清晰展示了信号从δ_F -121.40向δ_F -132.27的转换（图4(d)）. 需要注意的是，活体成像中还可能出现由磁场非均匀性、组织效应或代谢分布导致的峰展宽或位移漂移，因此在向体内转化时应通过提高场强、优化激发带宽/选择性脉冲、以及在体内/体外系统评估峰分辨率与信噪比，以确保所选编码能在体内保持可分辨性.

本研究成功地将¹⁹F NMR的化学位移差异转化为可视化的多色MRI信号，其核心机理在于显著的化学位移变化（Δδ_F ≥ 10 ppm）足以在频谱上形成两个完全分离、互不干扰的信号峰. 邻位双氟探针的δ_F -121.40和δ_F -132.27两个信号峰间距达10 ppm，远大于通常的谱线宽度（约0.1~0.2 ppm），因此可以像调频收音机一样，被MRI扫描仪的不同频率通道准确识别并赋予截然不同的伪彩色. 此策略的优势在于：（1）高特异性，颜色的变化完全由NTR酶活性触发，非特异性背景信号不会产生颜色干扰；（2）可定量化，红色与蓝色信号的强度比值可直接反映酶反应的进程；（3）直观可视，无需复杂后处理即可通过颜色直接判断酶活性存在与否及其强度. 综上所述，显著的化学位移变化（Δδ_F）是实现高效、可靠、多色¹⁹F MRI的先决条件. 本研究通过系统的构效关系分析，筛选出的邻位双氟结构的目标探针（Cy-F-cRGD）是实现这一目标的理想选择，为发展基于化学位移编码的智能MRI探针提供了新的设计思路和实验依据. 这种颜色的动态变化为直观地可视化和定量分析酶活性提供了可能.

为明确验证cRGD肽介导的主动靶向作用，本研究选用了高表达整合素α_vβ₃的A549细胞构建荷瘤小鼠模型，并以PEG修饰探针（Cy-F-PEG）作为对照组. 从活体荧光成像的时序图中可以直观地看到两组探针在生物分布上的显著差异. 对于接cRGD的实验组，在注射探针后的2 h即可观察到肿瘤区域有荧光信号聚集，且随时间推移，该区域的荧光强度逐渐减弱，至24 h时，肿瘤区域仍可观察到一定的荧光信号（图5(a)）. 反观接PEG的对照组，其荧光分布模式则截然不同. PEG修饰以其良好的“隐形”效应延长了探针的血液循环时间，但其分布主要依赖于增强的渗透性和滞留效应（EPR效应），这是一种被动靶向过程. 成像结果显示，PEG组探针在全身分布较为分散，在肿瘤区域的荧光信号强度较弱，且在整个观察时间窗内（2~24 h）未出现如实验组那般显著的增强变化. 这表明，仅凭被动靶向不足以实现探针在肿瘤部位的高效特异性聚集. 定量分析显示2 h实验组相比对照组肿瘤区域荧光增强了约60%（图5(b)），得益于cRGD肽能够特异性识别并高亲和力地结合于肿瘤血管及细胞表面过表达的整合素α_vβ₃，从而介导整个分子探针被更加高效地“滞留”在肿瘤组织内，实现了高效的靶向蓄积.

本研究成功设计并合成了一种新型的cRGD靶向、硝基还原酶（NTR）响应的半花菁-¹⁹F双模态分子探针Cy-F-cRGD. 本研究基于合理的分子工程策略，成功构建了集靶向、响应与信号报告于一体的智能探针. 探针结构中的三个功能单元协同作用：cRGD肽确保了对肿瘤标志物整合素α_vβ₃的高亲和力与特异性靶向；硝基芳香族化合物作为NTR的特异性响应单元，实现了疾病的精准识别；半花菁染料与¹⁹F原子则分别作为光学与磁共振信号报告基团，为多模态成像奠定了基础. 实验结果表明，该探针在NTR触发下表现出卓越的双信号响应特性. 在光学成像方面，探针响应后紫外吸收发生80 nm的红移，荧光强度增强约90倍，这种显著的“关-开”信号切换源于氨基甲酸酯断裂后半花菁共轭体系的恢复和分子内电荷转移（ICT）效应的改变. 在MRI方面，我们通过系统的含氟基团筛选，发现邻位双氟结构能产生较大的¹⁹F化学位移变化（Δδ_F = 10.87 ppm），远优于间位、三氟甲基结构. 这一显著的化学位移变化使得基于化学位移编码的多色¹⁹F MRI成为可能，为复杂生物环境中酶活性的可视化与定量分析提供了独特优势. 我们提出了将氨基甲酸酯平台用于连接光学报告基团与磁共振报告基团的智能探针设计新策略，为双模态探针的开发提供了新途径. 该探针实现了对肿瘤微环境关键生物标志物NTR的高灵敏度、高特异性检测与成像，在肿瘤的早期诊断、边界界定及疗效评估方面具有广阔的转化前景.

图S1 中间体及其对照分子结构

图S2 化合物4的¹H NMR谱图

图S3-S4 化合物5的¹H NMR和¹³C NMR谱图

图S5-S7 化合物6的¹H NMR、¹³C NMR和¹⁹F{¹H} NMR谱图

图S8-S10 化合物Cy-F-cRGD的¹H NMR、¹³C NMR和¹⁹F{¹H} NMR谱图

图S11-S13 化合物Cy-F-PEG的¹H NMR、¹³C NMR和¹⁹F{¹H} NMR谱图

图S14-S16 化合物4、5、6的HRMS谱图

图S17 Cy-F-cRGD与NTR反应特异性选择实验

图S18 加入抑制剂双香豆素后Cy-F-cRGD与NTR反应的荧光光谱及其定量

图S19 Cy-F-cRGD与不同浓度NTR反应90 min后的¹⁹F{¹H} NMR谱图

无